Кардиотропные свойства соединения ZMEI-3 – потенциального ингибитора белков Ерас

Введение. Известно, что аллостерическим эффектором цАМФ, помимо протеинкиназы А, являются регуляторные белки Ерас, которые в кардиомиоцитах играют ключевую роль в контроле электромеханического сопряжения и их ритмической активности. Однако в условиях патологии аномальная активность белков Ерас ответственна за гипертрофию и фиброз кардиомиоцитов и инициацию нарушений сердечного ритма.

Цель исследования. Изучение кардиотропной активности соединения N,2,4,6-тетраметил-N-(пиридин-4-ил)бензолсульфонамида (шифр ZMEI-3), потенциально обладающего свойствами антагонистов белков Ерас, на моделях нарушений ритма сердца и алкогольной кардиомиопатии (АКМП).

Материалы и методы. Эксперименты проводили на беспородных крысах-самцах. Антиаритмическую активность соединения ZMEI-3 оценивали на моделях аконитиновой и реперфузионной аритмий, а кардиопротективную активность на трансляционной модели АКМП, которая формируется через 24 недели принудительного приёма 10 % раствора этанола.

Результаты. На модели реперфузионных аритмий у крыс показано, что соединение ZMEI-3 (2 мг/кг/сут. в течение 7 дней в/б) уменьшает частоту возникновения опасных для жизни аритмий, в том числе фибрилляций желудочков. В условиях сформировавшейся АКМП изучаемое соединение (2 мг/кг/сут. в течение 28 дней в/б) увеличивало инотропную функцию сердца, о которой судили по величине фракции выброса левого желудочка. Гистологический анализ показал, что в условиях сформировавшейся АКМП соединение ZMEI-3 уменьшает выраженность морфологических признаков алкогольного поражения сердца.

Выводы. Соединение ZMEI-3 при курсовом применении оказывает выраженное антиаритмическое действие и уменьшает тяжесть течения алкоголь-обусловленной сердечной недостаточности.

1. Walsh DA, Perkins JP, Krebs EG. An adenosine 3',5'-monophosphatedependant protein kinase from rabbit skeletal muscle. J Biol Chem. 1968 Jul 10; 243(13):3763-5.

2. Renström E, Eliasson L, Rorsman P. Protein kinase A-dependent and -independent stimulation of exocytosis by cAMP in mouse pancreatic B-cells. J Physiol. 1997 Jul 1;502 (Pt 1)(Pt 1):105-18. doi: 10.1111/j.1469-7793.1997.105bl.x.

3. Anciaux K, Van Dommelen K, Nicolai S, et al. Cyclic AMP-mediated induction of the glial fibrillary acidic protein is independent of protein kinase A activation in rat C6 glioma. J Neurosci Res. 1997 May 15;48(4):324-33.

4. de Rooij J, Zwartkruis FJ, Verheijen MH, et al. Epac is a Rap1 guaninenucleotide-exchange factor directly activated by cyclic AMP. Nature. 1998 Dec 3;396(6710):474-7. doi: 10.1038/24884.

5. Banerjee U, Cheng X. Exchange protein directly activated by cAMP encoded by the mammalian rapgef3 gene: Structure, function and therapeutics. Gene. 2015 Oct 10;570(2):157-67. doi: 10.1016/j.gene.2015.06.063.

6. Aronoff DM, Canetti C, Serezani CH, et al. Cutting edge: macrophage inhibition by cyclic AMP (cAMP): differential roles of protein kinase A and exchange protein directly activated by cAMP-1. J Immunol. 2005 Jan 15; 174(2):595-9. doi: 10.4049/jimmunol.174.2.595.

7. Cheng X, Ji Z, Tsalkova T, Mei F. Epac and PKA: a tale of two intracellular cAMP receptors. Acta Biochim Biophys Sin (Shanghai). 2008 Jul;40(7):651-62. doi: 10.1111/j.1745-7270.2008.00438.x.

8. Muñoz-Llancao P, Henríquez DR, Wilson C, et al. Exchange Protein Directly Activated by cAMP (EPAC) Regulates Neuronal Polarization through Rap1B. J Neurosci. 2015 Aug 12;35(32):11315-29. doi: 10.1523/JNEUROSCI.3645-14.2015.

9. Lin HB, Cadete VJ, Sra B, et al. Inhibition of MMP-2 expression with siRNA increases baseline cardiomyocyte contractility and protects against simulated ischemic reperfusion injury. Biomed Res Int. 2014;2014:810371. doi: 10.1155/2014/810371.

10. Gong W, Ma Y, Li A, Shi H, Nie S. Trimetazidine suppresses oxidative stress, inhibits MMP-2 and MMP-9 expression, and prevents cardiac rupture in mice with myocardial infarction. Cardiovasc Ther. 2018 Oct;36(5):e12460. doi: 10.1111/1755-5922.12460.

11. Dai ZL, Song YF, Tian Y, et al. Trimetazidine offers myocardial protection in elderly coronary artery disease patients undergoing non-cardiac surgery: a randomized, double-blind, placebo-controlled trial. BMC Cardiovasc Disord. 2021 Oct 1;21(1):473. doi: 10.1186/s12872-021-02287-w.

12. Lee LC, Maurice DH, Baillie GS. Targeting protein-protein interactions within the cyclic AMP signaling system as a therapeutic strategy for cardiovascular disease. Future Med Chem. 2013 Mar;5(4):451-64. doi: 10.4155/fmc.12.216.

13. Belacel-Ouari M, Zhang L, Hubert F, et al. Influence of cell confluence on the cAMP signalling pathway in vascular smooth muscle cells. Cell Signal. 2017 Jul;35:118-128. doi: 10.1016/j.cellsig.2017.03.025.

14. Pereira L, Rehmann H, Lao DH, et al. Novel Epac fluorescent ligand reveals distinct Epac1 vs. Epac2 distribution and function in cardiomyocytes. Proc Natl Acad Sci U S A. 2015 Mar 31;112(13):3991-6. doi: 10.1073/pnas.1416163112.

15. Ulucan C, Wang X, Baljinnyam E, et al. Developmental changes in gene expression of Epac and its upregulation in myocardial hypertrophy. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2007 Sep;293(3):H1662-72. doi: 10.1152/ajpheart.00159.2007.

16. Cazorla O, Lucas A, Poirier F, et al. The cAMP binding protein Epac regulates cardiac myofilament function. Proc Natl Acad Sci U S A. 2009 Aug 18;106(33):14144-9. doi: 10.1073/pnas.0812536106.

17. Pereira L, Ruiz-Hurtado G, Morel E, et al. Epac enhances excitationtranscription coupling in cardiac myocytes. J Mol Cell Cardiol. 2012 Jan;52(1):283-91. doi: 10.1016/j.yjmcc.2011.10.016.

18. Wu XM, Ou QY, Zhao W, et al. The GLP-1 analogue liraglutide protects cardiomyocytes from high glucose-induced apoptosis by activating the Epac-1/Akt pathway. Exp Clin Endocrinol Diabetes. 2014 Nov;122(10):608-14. doi: 10.1055/s-0034-1384584.

19. Fazal L, Laudette M, Paula-Gomes S, et al. Multifunctional Mitochondrial Epac1 Controls Myocardial Cell Death. Circ Res. 2017 Feb 17;120(4):645-657. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.116.309859.

20. Métrich M, Lucas A, Gastineau M, et al. Epac mediates betaadrenergic receptor-induced cardiomyocyte hypertrophy. Circ Res. 2008 Apr 25;102(8):959-65. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.107.164947.

21. Berthouze-Duquesnes M, Lucas A, Saulière A, et al. Specific interactions between Epac1, β-arrestin2 and PDE4D5 regulate β-adrenergic receptor subtype differential effects on cardiac hypertrophic signaling. Cell Signal. 2013 Apr;25(4):970-80. doi: 10.1016/j.cellsig.2012.12.007.

22. Chen C, Du J, Feng W, et al. β-Adrenergic receptors stimulate interleukin-6 production through Epac-dependent activation of PKCδ/p38 MAPK signalling in neonatal mouse cardiac fibroblasts. Br J Pharmacol. 2012 May;166(2):676-88. doi: 10.1111/j.1476-5381.2011.01785.x.

23. Neef S, Heijman J, Otte K, et al. Chronic loss of inhibitor-1 diminishes cardiac RyR2 phosphorylation despite exaggerated CaMKII activity. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 2017 Aug;390(8):857-862. doi: 10.1007/s00210-017-1376-1.

24. Lezcano N, Mariángelo JIE, Vittone L, et al. Early effects of Epac depend on the fine-tuning of the sarcoplasmic reticulum Ca2+ handling in cardiomyocytes. J Mol Cell Cardiol. 2018 Jan;114:1-9. doi: 10.1016/j.yjmcc.2017.10.005.

25. Pereira L, Cheng H, Lao DH, et al. Epac2 mediates cardiac β1-adrenergicdependent sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak and arrhythmia. Circulation. 2013 Feb 26;127(8):913-22. doi: 10.1161/CIRCULATIONAHA.12.148619.

26. Yang Z, Kirton HM, Al-Owais M, et al. Epac2-Rap1 Signaling Regulates Reactive Oxygen Species Production and Susceptibility to Cardiac Arrhythmias. Antioxid Redox Signal. 2017 Jul 20;27(3):117-132. doi: 10.1089/ars.2015.6485.

27. Tan YQ, Li J, Chen HW. Epac, a positive or negative signaling molecule in cardiovascular diseases. Biomed Pharmacother. 2022 Apr;148:112726. doi: 10.1016/j.biopha.2022.112726.

28. Slika H, Mansour H, Nasser SA, et al. Epac as a tractable therapeutic target. Eur J Pharmacol. 2023 Apr 15;945:175645. doi: 10.1016/j.ejphar.2023.175645.

29. Мокров Г.В., Крыжановский С.А., Воробьева Т.Ю. и др. Производные пиридинов со свойствами Ерас-ингибиторов. Заявка на патент РФ № 2023131685. Дата приоритета: 04.12.2023.

30. Kryzhanovskii SA, Kolik LG, Tsorin IB, et al. Alcoholic Cardiomyopathy: Translation Model. Bull Exp Biol Med. 2017 Sep;163(5):627-631. doi: 10.1007/s10517-017-3865-0.

31. Teichholz LE, Kreulen T, Herman MV, Gorlin R. Problems in echocardiographic volume determinations: echocardiographic-angiographic correlations in the presence of absence of asynergy. Am J Cardiol. 1976 Jan;37(1):7-11. doi: 10.1016/0002-9149(76)90491-4.

32. Lang RM, Bierig M, Devereux RB, et al. Recommendations for chamber quantification: a report from the American Society of Echocardiography's Guidelines and Standards Committee and the Chamber Quantification Writing Group, developed in conjunction with the European Association of Echocardiography, a branch of the European Society of Cardiology. J Am Soc Echocardiogr. 2005 Dec;18(12):1440-63. doi: 10.1016/j.echo.2005.10.005.

33. Ruiz-Hurtado G, Morel E, Domínguez-Rodríguez A, et al. Epac in cardiac calcium signaling. J Mol Cell Cardiol. 2013 May;58:162-71. doi: 10.1016/j.yjmcc.2012.11.021.

34. Pereira L, Bare DJ, Galice S, et al. β-Adrenergic induced SR Ca2+ leak is mediated by an Epac-NOS pathway. J Mol Cell Cardiol. 2017 Jul;108:8-16. doi: 10.1016/j.yjmcc.2017.04.005.

35. Крыжановский С.А., Никифорова Т.Д., Вититнова М.Б., Дурнев А.Д. Роль регуляторных белков Ерас в физиологии и патологии сердечно-сосудистой системы. Часть II. Роль белков Ерас в физиологии и патологии сердца. Физиология человека. 2020; 46(4):111-134.

36. Mattiazzi A, Argenziano M, Aguilar-Sanchez Y, et al. Ca2+ Sparks and Ca2+ waves are the subcellular events underlying Ca2+ overload during ischemia and reperfusion in perfused intact hearts. J Mol Cell Cardiol. 2015 Feb;79:69-78. doi: 10.1016/j.yjmcc.2014.10.011.

37. Драпкина О.М., Ашихмин Я.И., Ивашкин В.Т. Проблема алкогольной кардиомиопатии. Врач. 2005;8:48-50.

38. Ерохин Ю.А., Хритинин Д.Ф. Поражение сердца при хронической алкогольной интоксикации. Вестник новых медицинских технологий. 2003;10(4):19-20.

39. Laudette M, Coluccia A, Sainte-Marie Y, et al. Identification of a pharmacological inhibitor of Epac1 that protects the heart against acute and chronic models of cardiac stress. Cardiovasc Res. 2019 Oct 1;115(12):1766-1777. doi: 10.1093/cvr/cvz076.

40. Insel PA, Murray F, Yokoyama U, et al. cAMP and Epac in the regulation of tissue fibrosis. Br J Pharmacol. 2012 May;166(2):447-56. doi: 10.1111/j.1476-5381.2012.01847.x.

41. Cai W, Fujita T, Hidaka Y, et al. Disruption of Epac1 protects the heart from adenylyl cyclase type 5-mediated cardiac dysfunction. Biochem Biophys Res Commun. 2016 Jun 17;475(1):1-7. doi: 10.1016/j.bbrc.2016.04.123.