Повреждённость ДНК в клетках миокарда крыс с экспериментальной алкогольной кардиомиопатией: модифицирующие эффекты фабомотизола и триметазидина
Вс, 10 Фев 2019
122

Резюме. Актуальность. Алкогольная кардиомиопатия (АКМП) – специфический вид дилатационной кардиомиопатии, возникающей при чрезмерном и длительном потреблении алкоголя. До настоящего времени не разработаны эффективные схемы её терапии, что связано, прежде всего, с отсутствием знаний о тонких механизмах её патогенеза. Индукция окислительного стресса, ведущего к повреждению ДНК и активации внутриклеточных сигнальных каскадов клеточной гибели, рассматривается как основной механизм этиопатогенеза алкогольной кардиомиопатии. Цель настоящего исследования – на разработанной ранее трансляционной модели АКМП у крыс оценить повреждённость ДНК и апоптоз клеток миокарда и влияние на эти показатели кардиопротективных средств. Методы. АКМП у крыс моделировали путём 24-недельной алкоголизации (10 % этанол как единственный источник воды; ежедневная доза этанола 5,0–6,5 г/кг). Триметазидин (20 или 30 мг/кг), фабомотизол (15 мг/кг) или их комбинацию (20 + 15 мг/кг) вводили внутрибрюшинно в течение последующих 4 недель абстиненции. Оценку повреждённости ДНК клеток миокарда проводили методом ДНК-комет в щелочной и нейтральной версиях. Уровень апоптоза на парафиновых срезах определяли методом TUNEL. Результаты. Установлено, что сформировавшаяся АКМП в период абстиненции не сопровождается увеличением уровня повреждений ДНК и апоптозом клеток миокарда. Выявлено снижение уровня кардиомиоцитов с высокой степенью фрагментации ДНК, детектируемых в виде атипичных ДНК-комет и являющихся, предположительно, клетками на стадии аутофагической фрагментации хроматина. Введение животным на фоне алкогольной абстиненции кардиопротекторов фабомотизола и триметазидина или их комбинации приводит к восстановлению уровней клеток с фрагментированной ДНК до значений контроля. Заключение. Полученные данные позволяют рассматривать появление кардиомиоцитов с фрагментированной ДНК как важный механизм регуляции и поддержания гомеостаза миокарда при АКМП.

DNA damage in myocardial cells of rats with experimental alcoholic cardiomyopathy: modifying effects of fabomotizole and trimetazidine

Resume. Relevance. Alcoholic cardiomyopathy (ACM) is a specific heart muscle disease found in individuals with a history of longterm heavy alcohol consumption. Their underlying mechanisms are poorly known, leading to a lack of effective therapy. Related with oxidative stress DNA damage and cell death play an essential role in the development of alcoholic cardiomyopathy. The aim of present study using previously developed translation model to evaluate the levels of DNA damage and apoptosis in the myocardium of rats with ACM and modulating effect of cardioprotective drugs. Methods. ACM was established by forced alcoholization of rats (10 % ethanol solution as the only source of drinking water for 24 weeks; mean daily ethanol consumption was 5.0–6.5 g/kg). Trimetazidine (20 or 30 mg/kg), fabomotizole (15 mg/kg) or their combination (20 + 15 mg/kg) were injected ip, daily during following 4 weeks of abstinence. DNA damage was evaluated using alkaline and neutral comet assay. Apoptosis was assessed by TUNEL assay in paraffin-embedded sections. Results. No DNA damage or apoptosis of the myocardial cells was observed in rats with alcoholic cardiomyopathy at the abstinence period. A decrease in the level of cardiomyocytes with a high degree of DNA fragmentation, referred to as “hedgehog” DNA comets and that are presumably cells at the stage of autophagic fragmentation of chromatin, was revealed. Treatment of rats at the abstinence period with cardioprotective drugs trimetazidine and fabomotizole or their combination raised “hedgehog” DNA comets level up to control value. Conclusion. Our findings allows considering the appearance of cardiomyocytes with highly fragmented DNA as an important mechanism for regulating and maintaining myocardial homeostasis in ACM.

Введение

Алкогольная кардиомиопатия (АКМП) – специфический вид дилатационной кардиомиопатии, возникающей вследствие токсического поражения сердечной мышцы при чрезмерном и длительном потреблении алкоголя [1]. Несмотря на распространённость заболевания, до настоящего времени не разработаны эффективные схемы её терапии, что связано, прежде всего, с отсутствием соответствующих трансляционных моделей, позволяющих изучить тонкие механизмы патогенеза АКМП и разработать патогномоничные средства терапии [1, 2]. Новые возможности исследований появились с внедрением новой инновационной трансляционной экспериментальной модели, достаточно полно воспроизводящей клиническую картину АКМП [3].

Возможные         механизмы       кардиомиопатогенного действия включают действие этанола и его метаболита ацетальдегида на транспорт и связывание кальция, функцию митохондрий, метаболизм липидов, синтез белка кардиомиоцитами, активность миофибриллярной АТФ-азы и т. д. [2, 4]. Патофизиологическим следствием указанных процессов является индукция окислительного стресса и активация внутриклеточных сигнальных каскадов, вовлечённых в клеточную гибель, одним из звеньев которых и, соответственно, биомаркёром, может служить повреждённость ДНК [4, 5].

Ранее было показано, что агонист сигма-1 рецептора, анксиолитик, цитопротектор и антимутаген фабомотизол (афобазол) и p-Fox ингибитор, кардиопротектор триметазидин уменьшают ремоделирование правого и левого желудочков сердца и увеличивают его сократительную функцию в условиях сформировавшейся АКМП в трансляционной модели у крыс [6]. Целью настоящего исследования явилась изучение повреждённости ДНК в клетках миокарда крыс со сформировавшейся АКМП с оценкой влияния на регистрируемые показатели фабомотизола, триметазидина и их комбинаций.

Материалы и методы

Опыты проводили на беспородных белых крысах-самцах начальной массой 180–200 г, которые содержались в виварии в соответствии с приказом МЗ РФ № 267 от 09.06.2003 г. «Об учреждении правил лабораторной практики» с представлением брикетированного корма adlibitum при регулируемом 12/12 световом режиме. На первом этапе животных рандомизировали на две группы: интактные крысы, получавшие обычный рацион питания и животные, которые в принудительном порядке подвергались алкоголизации с использованием в качестве единственного источника жидкости 10 % водного раствора этанола в течение 24 недель – периода, необходимого для формирования у них дилатационной алкогольной кардиомиопатии. На протяжении всего исследования еженедельно регистрировали количество потребляемого этанола (г/кг). Для дальнейших экспериментов были отобраны крысы, активно потребляющие физиологически значимое количество 10 % раствора этанола, составляющего в пересчёте на чистый 5,0–6,5 г/кг в сутки. Через 24 нед. животным прекращали доступ к алкоголю, переводили на обычный рацион питания и рандомизировали их на 4 группы: алкоголизированный контроль; триметазидин (20 или 30 мг/кг/сут., в/б, 28 дней); фабомотизол (15 мг/кг/сут., в/б, 28 дней); триметазидин (20 мг/кг/сут., в/б, ежедневно на протяжении 28 дней) + фабомотизол (10 мг/кг/сут., в/б, 28 дней). Животные группы алкоголизированного контроля по аналогичной схеме получали инъекции 0,5 мл изотонического раствора натрия хлорида. Через сутки после последней инъекции исследуемых препаратов и эхокардиографической верификации кардиомиопатии животных умерщвляли и выделяли сердца.

Метод ДНК-комет проводили в щелочной и нейтральной версиях в соответствии с рекомендациями [7, 8]. Сердечную мышцу измельчали препаративными ножницами, дважды отмывали в 3 мл охлаждённого до 4 0С фосфатно-солевого буфера (ФСБ), содержащего 20 мМ EDTA-Na2 и 10 % ДМСО (рН 7,5), переносили в стеклянные пробирки с 3 мл того же буфера и раздавливали стеклянной палочкой. Пробирки выдерживали 5 мин для осаждения крупных фрагментов, после чего 1,5 мл верхнего слоя переносили в новую пробирку. Суспензии клеток в объёме 60 мкл вносили в пробирки с 240 мкл 0,9 % раствора лёгкоплавкой агарозы (темп. плав. < 420 0C) в ФСБ, подогретым до 410 0С (микротермостат «Термит», Россия) и ресуспендировали. Затем 60 мкл раствора агарозы с клетками наносили на предварительно покрытые 1 % универсальной агарозой предметные стекла, покрывали покровным стеклом и помещали на лёд. Покровные стекла осторожно удаляли, микропрепараты помещали в стеклянную кювету (тип Шиффендекер), заливали предварительно охлаждённым до 4 0С лизирующим буфером (10 мМ Tris-HCl [pH 10], 2,5 М NaCl, 100 мМ EDTA-Na2, 1 % TritonX-100, 10 % ДМСО) и инкубировали не менее 1 ч.

В щелочной версии метода после окончания лизиса микропрепараты переносили в камеру для электрофореза (SubCellGT, “Bio-Rad”) с раствором 300 мМ NaOH, 1 мМ EDTA-Na2, pH > 13) и инкубировали в течение 20 мин для реализации щелочно-лабильных сайтов и щелочной денатурации ДНК. Далее проводили электрофорез в течение 20 мин при напряжённости поля 1V/cm и силе тока ~ 300 mA. В нейтральной версии метода микропрепараты переносили в камеру для электрофореза с буфером 90 мМ Tris-borate, 2 мМ EDTA-Na2 (рН 7,5 ) и проводили электрофорез в течение 10 мин при напряжённости поля 1 V/cm. В обоих случаях по окончанию электрофореза микропрепараты переносили в стеклянную кювету и фиксировали в 70 % растворе этилового спирта в течение 15 мин. После фиксации микропрепараты высушивали и хранили до анализа при комнатной температуре.

Микропрепараты окрашивали флуоресцирующим красителем SYBRGreenI (1:10000 в ТЕ-буфере с 50 % глицерином, рН 8,5) в течение 20 мин. Анализ проводили на эпифлуоресцентном микроскопе Микмед-2 12T («Ломо», Россия), совмещённом с цифровой камерой высокого разрешения (VEC-335, «ЭВС», Россия), при увеличении ×200. Изображения ДНК-комет анализировали с использованием программного обеспечения CASP 1.2.2. В качестве показателя повреждённости ДНК использовали процентное содержание ДНК в хвосте ДНК-комет (% ДНК в хвосте). В отдельную категорию выделяли клетки с показателем % ДНК в хвосте > 75 %, т. н. атипичные ДНК-кометы (ghostcells) – клетки с высокой степенью фрагментации ДНК (рис. 1). Подсчитывали их процентное содержание к общему числу проанализированных клеток. Статистическую обработку проводили с использованием однофакторного дисперсионного анализа с дальнейшей обработкой методом множественных сравнений с использованием критерия Даннета (% ДНК в хвосте) и критерия χ2 (% атипичных ДНК-комет).

Оценку апоптоза на парафиновых срезах миокарда проводили методом мечения терминальной трансферазой (TUNEL). Выделенные из грудных клеток сердца крыс фиксировали в 10 % забуференном растворе формалина. После окончания фиксации и стандартной проводки препараты сердец заливали в парафиновые блоки. Готовили гистологические срезы толщиной 5 мкм, которые помещали на стекла с полилизиновым покрытием и проводили стандартную процедуру депарафинирования [9]. Демаскирование проводили нагреванием срезов в 200 мл 0,01 М цитратного буфера (рН 6), содержащего 0,1 % TritonX-100, в микроволновой печи в течение 45 с при мощности излучения 1000 ватт. По окончанию препараты охлаждались добавлением 80 мл дистиллированной воды и дважды отмывались в фосфатно-солевом буфере (рН 7,4) и однократно дистиллированной водой. На каждый препарат наносили 50 мкл реакционной смеси, включающей 1,5 ед. терминальной трансферазы TdT (NEB), 0,25 мМ хлорида кобальта и 10 мкмоль TAMRA-dUTP (ДНК-синтез) в 1Х реакционном буфере для TdT. Препараты накрывали покровным стеклом и помещали во влажную камеру и инкубировали 1 ч при 37 0С. Далее препараты дважды отмывались дистиллированной водой. Ядра кардиомиоцитов контрастировали красителем SYBRGreenI. Микроскопирование проводили на микроскопе AxioImagerM2 (CarlZeiss) с фильтрами для FITC (SYBRGreenI) и родамина (TAMRA). Совмещённые по обоим каналам цифровые изображения (merge) получали с помощью камеры AxioCamMrm в программной среде AxioVision (рис. 2). Анализировали 10 полей зрения на каждом препарате при увеличении ×1000. Количественный анализ интенсивности апоптоза проводили методом расчёта индекса апоптоза, представляющего собой отношение числа TUNEL-позитивных ядер к общему числу кардиомиоцитов. Статистическую обработку проводили с помощью критерия χ2.

Результаты и обсуждение

В табл. 1 представлены результаты оценки в щелочной версии метода ДНК-комет повреждённости ДНК клеток миокарда крыс со сформировавшейся АКМП на фоне 28-дневной абстиненции и влияние на наблюдаемые эффекты афобазола и триметазидина.

Уровень повреждений ДНК у крыс с АКМП не отличался статистически значимо от показателя для интактных животных. Не выявлено также значимых отличий в оцениваемом показателе для животных, получавших на фоне абстиненции фабомотизол в дозе 15 мг/кг или триметазидин в дозе 20 мг/кг.

Выявлено статистически значимое снижение уровня атипичных ДНК-комет в группе алкоголизированных крыс по сравнению с животными интактного контроля (2,7 против 7,6 %). У животных, получавших фабомотизол, данный показатель оказался статистически значимо выше по сравнению с группой алкоголизированных крыс и не отличался от значения для интактного контроля. Для животных, получавших триметазидин, также выявлено снижение содержания атипичных ДНК-комет по сравнению с интакным контролем, однако различия оказались статистически незначимы.

Таким образом, установлено, что у крыс сформировавшаяся АКМП не сопровождается увеличением уровня повреждений ДНК клеток миокарда. Вместе с тем, в результате исследований выявлен феномен, заключающийся в снижении у алкоголизированных крыс уровня клеток с высокой степенью фрагментации ДНК по сравнению с интактными животными. При этом у животных, получавших на фоне абстиненции фабомотизол, данный показатель оказался на уровне значения интактного контроля.

На сегодняшний день не существует единого мнения о происхождении атипичных ДНК-комет [10]. Считается, что ДНК-кометы с высокой степенью фрагментации ДНК, т. н. «ghost cells» или «hedgehogs» формируют клетки, находящиеся на стадии апоптоза или пред-апоптотической гибели, что подтверждалось данными о корреляционной зависимости уровней таких клеток с показателем апоптоза, оцениваемого классическими методами (TUNEL, FACS) [11]. В то же время такие ДНК-кометы выявляются и для клеток, гибнущих вследствие цитотоксического воздействия [10, 12].

Предполагая возможный вклад процессов клеточной гибели в наблюдаемые эффекты были повторены эксперименты с оценкой повреждений ДНК в нейтральной версии метода ДНК-комет с параллельной оценкой уровней апоптоза. Нейтральная версия метода позволяет оценить исключительно двунитевые разрывы в ДНК, характерные при фрагментации хроматина в ходе реализации программы апоптоза. Полученные данные представлены в табл. 2.

Как и в экспериментах с щелочной версией метода уровень повреждённости ДНК в миокарде крыс с АКМП статистически значимо не отличался от показателя для интактного контроля. При этом у интактных крыс значение повреждённости ДНК, оцениваемое по показателю % ДНК в хвосте, оказалось значимо ниже, по сравнению с аналогичным показателем, получаемым при щелочной версии метода – 12,0 ± 3,9 против 36,9 ± 5,3 %. Полученные данные свидетельствует о том, что повреждения ДНК в миокарде крыс в условиях физиологической нормы представлены в большей степени однонитевыми разрывами и/или щелочно-лабильными сайтами. Не выявлено отличий в оцениваемом показателе для животных, получавших триметазидин (30 мг/кг) и комбинацию фабомотизол (10 мг/кг) + триметазидин (20 мг/кг) на фоне абстиненции.

Выявлено статистически значимое снижение уровня атипичных ДНК-комет в группе крыс с АКМП по сравнению с животными интактного контроля (1,9 против 7,1 %). В группе животных, получавших триметазидин, данный показатель оказался статистически значимо выше по сравнению с группой без введения препарата и не отличался от значения для интактного контроля. Для животных, получавших комбинацию триметазидин + фабомотизол, также наблюдалось повышение процентного содержания атипичных ДНК-комет по сравнению с алкоголизированными животными.

Анализ данных TUNEL показал, что у контрольных животных наблюдается незначительный уровень кардиомиоцитов, находящихся на стадии апоптоза (рис. 2). Индекс апоптоза составил в среднем 0,014, что согласуется с данными литературы [13]. Ни в одной из экспериментальных групп не выявлено значимых отличий по сравнению с контрольной – индекс апоптоза для группы животных с АКМП и животных, получавших фабомотизол составил 0,02 и 0,015, соответственно.

Таким образом, в ходе исследований установлено, что сформировавшаяся АКМП у крыс не сопровождается увеличением уровня повреждений ДНК и апоптотической гибелью кардиомиоцитов. У контрольных животных индекс апоптоза составил 0,014 (1,4 % апоптотических клеток), тогда как в ~8 % кардиомиоцитов наблюдали высокую степень фрагментации ДНК. Настоящие данные позволяют заключить, что выявляемые атипичные ДНК-кометы не могут рассматриваться как апоптотические, и клеточная гибель кардиомиоцитов реализовывается отличным от апоптоза путём.

Согласно современным представлениям, ведущую роль в поддержании тканевого гомеостаза в сердечной мышце играет процесс аутофагии [14]. Нарушение аутофагии установлено при гипертензии, ишемии-реперфузии, инфаркте миокарда, а также при АКМП [14, 15]. Высокая активность аутофагии в сердечной мышце у пациентов с дилатированной кардиомиопатией ассоциировалась с лучшим прогнозом [16]. Индуктор аутофагии рапамицин снижал выраженность экспериментальной АКМП у крыс [17].

Деградация ДНК клеток в процессе аутофагии происходит предположительно при участии фермента ДНКаза II, которая вносит разрывы в ДНК, не детектируемые методом TUNEL [18]. В настоящем исследовании выявлен низкий уровень TUNEL-позитивных кардиомиоцитов, тогда как около 8 % имели фрагментированную ДНК. Вышеописанное позволяет предполагать, что атипичные ДНК-кометы на препаратах миокарда крыс могут формировать клетки, находящиеся на стадии аутофагической деградации хроматина. В пользу этого предположения косвенно свидетельствуют полученные данные о значительном снижении таких ДНК-комет у крыс с АКМП, при которой наблюдается ингибирование аутофагии в ткани миокарда [15]. Ранее было показано, что фабомотизол и триметазидин проявляют кардиопротективное действие, статистически значимо снижая интенсивность дилатационной алкогольной кардиомиопатии [6]. В настоящем исследовании введение на фоне абстиненции фабомотизола и триметазидина per se или в комбинации приводило к увеличению содержания атипичных ДНК-комет в миокарде крыс с АКМП до значений интактного контроля. Это позволяет рассматривать появление кардиомиоцитов с фрагментированной ДНК как важный механизм регуляции и поддержания гомеостаза миокарда. Полученные данные определяют перспективность исследований, направленных на изучение роли и механизмов аутофагии в функционировании миокарда с целью разработки фармакологических мишеней для терапии АКМП и других сердечно-сосудистых патологий.

Заключение

Сформировавшаяся АКМП у крыс не сопровождается увеличением уровня повреждений ДНК и апоптотической гибелью клеток миокарда. У крыс с АКМП выявлено снижение уровня кардиомиоцитов с высокой степенью фрагментации ДНК, детектируемых на препаратах в виде атипичных ДНК-комет и являющихся, предположительно, клетками на стадии аутофагической фрагментации хроматина. Фабомотизол и триметазидин или их комбинации, вводимые животным с АКМП на фоне абстиненции, приводят к восстановлению уровней клеток с фрагментированной ДНК до значений физиологической нормы, что свидетельствует о значимой роли их возникновения в поддержании тканевого гомеостаза миокарда.

Литература / References

1.               Ивашкин В.Т., Драпкина О.М., Ашихмин Я.И. Алкогольная кардиомиопатия // Медицинская помощь: Научно-практический журнал. – 2006. – №3. – С.11–15. [IvashkinVТ, DrapkinaOM, YashikhminYI. Alcoholiccardio-myopathy. Meditsinskayapomoshch’: Nauchno-prakticheskiizhurnal. 2006;(3):11–15. (InRuss).]

2.               Юсупова А.О. Алкогольная кардиомиопатия: основные аспекты эпидемиологии, патогенеза и лекарственной терапии // Рациональная фармакотерапия в кардиологии. – 2014. – Т.10.–              №6. – С:651–658. [Yusupova AO. Alcoholic cardiomyopathy: basic aspects of epidemiology, pathogenesis and pharmacotherapy. Rational Pharmacotherapy in Cardiology. 2014;10(6):651–658. (In Russ).]

3.               Крыжановский С.А, Цорин И.Б., Колик Л.Г., и др. Трансляционная модель алкогольной кардиомиопатии // Молекулярная медицина. – 2015. – №3. – С.40–47. [Kryzhanovskii SA, Tsorin IB, Kolik LG, et al. Translation model of alcoholic cardiomyopathy. Molecular medicine. 2015;(3):40 – 47. (In Russ).] DOI: 10.1007/s10517-017-3865-0

4.               Piano MR, Phillips SA. Alcoholic cardiomyopathy: pathophysiologic insights. Cardiovasc. Toxicol. 2014;14(4):291–308. DOI: 10.1007/s12012-014-9252-4

5.               Дурнев А.Д., Жанатаев А.К., Шредер О.В., и др. Генотоксические поражения и болезни // Молекулярная медицина. – 2013. – №3. – С.3–19. [Durnev AD, Zhanataev AK, Shreder OV, et al. Genotoxic events and diseases. Molecular medicine. 2013;(3):3–19. (InRuss).]

6.               Цорин И.Б., Мирошкина И.А., Ионова Е.О., и др. Сравнительное изучение кардиопротекторного действия триметазидина и фабомотизола гидрохлорида у крыс со сформировавшейся алкогольной кардиомиопатией в условиях продолжающегося потребления этанола // Фармакокинетика и фармакодинамика. – 2016. – №3. – С.38–41. [Tsorin IB, Miroshkina IA, Ionova EO, et al. Comparative study of the trimetazidine and fabomotizole hydrochloride сardioprotective effect in rats with established alcoholic cardiomyopathy with the continued ethanol consumptio. Farmakokinetika i farmakodinamika. 2016;(3):38–41. (In Russ).]

7.               Hartmann A, Agurell E, Beevers C, et al. Recommendations for conducting the in vivo alkaline comet assay. Mutagenesis. 2003;18(1):45–51.

8.               Руководство по проведению доклинических исследований лекарственных средств. Ч.1. Методические рекомендации по оценке ДНК-повреждений методом щелочного гель-электрофореза отдельных клеток в фармакологических исследованиях. – М.: Гриф и К; 2012. – С.115–128. [Guidance on Preclinical Evaluation of Medicines. Part

1.               Metodicheskie rekomendatsii po otsenke DNK-povrezhdenii metodom shchelochnogo gel’elektroforeza otdel’nykh kletok v farmakologicheskikh issledovaniyakh. Moscow: GrifiK; 2012. P. 115–128. (InRuss).]

9.               Сапожников А.Г., Доросевич А.Е. Гистологическая и микроскопическая техника: Руководство. – С.: САУ; 2000. [Sapozhnikov AG, DorosevichAE. Gistologicheskayaimikroskopicheskayatekhnika: Rukovodstvo. Smolensk: SAU; 2000. (InRuss).]

10.             Жанатаев А.К., Анисина Е.А., Чайка З.В., и др. Феномен атипичных ДНК-комет // Цитология. – 2017. – Т.59. – №3. – С.163–

168.          [Zhanataev AK, Anisina EA, Chayka ZV, et al. Phenomenon of atypical DNA comets. Tsitologiya. 2017;59 (3):163–168. (In Russ).]

11.             Lorenzo Y, Costa S, Collins AR, et al. The comet assay, DNA damage, DNA repair and cytotoxicity: hedgehogs are not always dead. Mutagenesis. 2013;28(4):427–432. DOI: 10.1093/mutage/get018

12.             Hartmann A, Kiskinis E, Fjдllman A, et al. Influence of cytotoxicity and compound precipitation on test results in the alkaline comet assay. Mutat Res. 2001;(497):199–212.

13.             Akiyama K, Gluckman TL, Terhakopian A, et al. Apoptosis in experimental myocardial infarction in situ and in the perfused heart in vitro. Tissue Cell. 1997;(29):733–743.

14.             Wang S, Ren J. Role of autophagy and regulatory mechanisms in alcoholic cardiomyopathy. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 2018 Jun;1864(6 Pt A):2003-2009. DOI: 10.1016/j.bbadis.2018.03.016

15.             Shimomura H, Terasaki F, Hayashi T, et al. Autophagic degeneration as a possible mechanism of myocardial cell death in dilated cardiomyopathy. Jpn Circ J. 2001;(65):965–968. DOI: 10.1253/jcj.65.965

16.             Saito T, Asai K, Sato S, et al. Autophagic vacuoles in cardiomyocytes of dilated cardiomyopathy with initially decompensated heart failure predict improved prognosis. Autophagy. 2016;12(3):579–87. DOI: 10.1080/15548627.2016.1145326

17.             Tu X, Wang C, Ru X, et al. Therapeutic effects of rapamycin on alcoholic cardiomyopathy. Exp Ther Med. 2017 Oct;14(4):2763–2770. DOI: 10.3892/etm.2017.4901

18.             Fujiwara Y, Wada K, Kabuta T. Lysosomal degradation of intracellular nucleic acids-multiple autophagic pathways. J Biochem. 2017 Feb 1;161(2):145–154. DOI: 10.1093/jb/mvw085

Похожие статьи